Vielen Dank für Ihren Besuch auf nature.com.Sie verwenden eine Browserversion mit eingeschränkter CSS-Unterstützung.Um die beste Erfahrung zu erzielen, empfehlen wir Ihnen, einen aktuelleren Browser zu verwenden (oder den Kompatibilitätsmodus im Internet Explorer zu deaktivieren).In der Zwischenzeit zeigen wir die Website ohne Stile und JavaScript an, um eine kontinuierliche Unterstützung zu gewährleisten.Scientific Reports Band 12, Artikelnummer: 15768 (2022 ) Diesen Artikel zitierenMenschen haben Weberameisen, Oecophylla smaragdina, seit vielen Jahrhunderten als biologische Kontrollmittel verwendet, um Insektenschädlinge in Obstgärten zu bekämpfen.In den letzten Jahrzehnten wurde die Wirksamkeit von Weberameisen als biologische Kontrollmittel teilweise auf die abschreckende und die Eiablage hemmende Wirkung der von den Ameisen produzierten Kairomone zurückgeführt, aber die chemische Identität dieser Kairomone blieb unbekannt.Wir haben das Kairomon identifiziert, das für die Abschreckung und die Hemmung der Eiablage durch O. smaragdina verantwortlich ist, was einen bedeutenden Fortschritt beim Verständnis der chemischen Grundlagen ihrer Räuber/Beute-Wechselwirkungen darstellt.Olfaktometer-Assays mit Extrakten aus Weberameisen zeigten, dass flüchtige Stoffe im Kopfraum hochgradig abweisend für die Queensland-Fruchtfliege Bactrocera tryoni sind.Unter Verwendung von Elektrophysiologie und Bioassays zeigen wir, dass diese Abstoßung durch eine einzige Verbindung, 1-Octanol, induziert wird.Von 16 im Headspace von O. smaragdina identifizierten Verbindungen rief nur 1-Octanol eine elektrophysiologische Reaktion von B. tryoni-Antennen hervor.Fliegen hatten eine stark reduzierte Eiablage und verbrachten signifikant weniger Zeit in einem Olfaktometerarm in Gegenwart von 1-Octanol oder einer synthetischen Mischung von flüchtigen Headspace-Stoffen, die 1-Octanol enthielten, als in Gegenwart einer synthetischen Mischung von flüchtigen Headspace-Stoffen ohne 1-Octanol oder sauber Luft.Zusammengenommen zeigen unsere Ergebnisse, dass 1-Octanol die funktionelle Kairomon-Komponente des Kopfraums von O. smaragdina ist, die die Abwehr und Abschreckung der Eiablage erklärt, und daher einen wichtigen Beitrag zur Wirksamkeit dieser Ameisen als biologische Kontrollmittel leistet.Weberameisen sind gefräßige Raubtiere und werden seit vielen Jahrhunderten als biologische Bekämpfungsmittel zur Bekämpfung von Schadinsekten in Asien (Oecophylla smaragdina) und in Afrika (Oecophylla longinoda) eingesetzt.Eine gängige Praxis in Asien besteht darin, ein Nest auf einem Baum zu errichten und es dann mit Bambusstangen mit benachbarten Bäumen zu verbinden, wodurch die Bewegung der Ameisen durch den Obstgarten zur Nahrungssuche ermöglicht wird1,2.Aufzeichnungen über diese Praxis finden sich in der Kaiserlichen Enzyklopädie der Ching-Dynastie von 1726 und in einem regionalen botanischen Werk von Ji Han aus dem Jahr 3042. Weberameisen haben sich als wirksam bei der Bekämpfung von Mangoschädlingen erwiesen3,4,5,6, 7,8, Cashew9,10, Zitrusfrüchte11,12, Kokosnuss13 und Kakao14,15.Während die direkten Auswirkungen von Raubtieren durch Weberameisen sicherlich wichtig sind, haben neuere Studien hervorgehoben, dass die durch chemische Emissionen (Kairomone) von den Ameisen induzierte Abwehr- und Eiablageabschreckung ebenfalls wichtige Elemente des Pflanzenschutzes sind, die von Weberameisen verliehen werden5,16.Es wurde festgestellt, dass nicht identifizierte, von Weberameisen produzierte Kairomone die Eiablage durch Fruchtfliegenschädlinge wie Bactrocera jarvisi5, B. dorsalis und Ceratitis cosyra17,18 hemmen.Auf dem Feld wird die Schädigung von Mangofrüchten durch B. jarvisi in Gegenwart von O. smaragdina verringert5.Wenn B. dorsalis und C. cosyra O. longinoda-exponierten und nicht exponierten Mangofrüchten in Abwesenheit von Ameisen präsentiert werden, landen sie seltener auf Ameisen-exponierten Früchten, und wenn sie landen, neigen sie dazu, sich schnell zu entfernen und keine Eiablage abzulegen17.Flüchtige olfaktorische Hinweise von O. smaragdina induzieren bei der Queensland-Fruchtfliege Bactrocera tryoni eine Zunahme der Motilität (Geschwindigkeit, aktive Zeit und zurückgelegte Strecke) und eine Verringerung der Nahrungssuche, Eiablage und Paarungsneigung.Während zahlreiche Studien die Reaktionen von Fruchtfliegen auf Kairomone von Weberameisen gezeigt haben und solche Kairomone stark als wichtiges Element der biologischen Kontrolle involviert haben5,17,18, bleiben die dafür verantwortlichen Verbindungen unbekannt.Es ist bekannt, dass Weberameisen eine Vielzahl von Verbindungen abgeben und ablagern, darunter Kohlenwasserstoffe, Ester, Fettsäuren, Terpene und Alkohole.Kohlenwasserstoffe machen ~ 90 % der von O. smaragdina emittierten Verbindungen aus, wobei n-Undecan eine stark emittierte Verbindung ist (~ 45 %)20.Die Identifizierung von Kairomonen, die die Reaktionen von Beutetieren auf Räuber vermitteln, kann wertvolle Einblicke in subtile Aspekte der Räuber-Beute-Interaktionen liefern und kann auch Einblicke in die Auswirkungen von Kairomonen auf Nahrungsnetze liefern21,22.Wenn ein von Räubern freigesetztes Kairomon die Eiablage bei einer Schädlingsart abwehrt oder verhindert, kann es darüber hinaus erhebliche Auswirkungen auf Schädlingspopulationen haben23,24 und kann sogar als wirksames Werkzeug zur Schädlingsbekämpfung entwickelt werden.In der vorliegenden Studie identifizieren wir eine einzige Verbindung aus den von O. smaragdina emittierten Headspace-Flüchtigen, die von Antennen erkannt wird, Abwehr induziert und die Eiablage in B. tryoni verhindert.Dieses Wissen fördert das Verständnis der Räuber-Beute-Wechselwirkungen zwischen Weberameisen und Fruchtfliegen erheblich und legt den Grundstein für die Entwicklung biologisch inspirierter Repellentien, die ein neues Werkzeug für ein nicht-insektizides, sicheres Management von wirtschaftlich wichtigen Fruchtfliegen bieten könnten.Das Olfaktometer-Screening von Extrakten und flüchtigen Emissionen von O. smaragdina ergab, dass nur Kopfextrakt und flüchtige Stoffe aus dem Kopfraum B. tryoni abstoßen (Abb. 1).Männliche und weibliche Fliegen verbrachten signifikant mehr Zeit im Kontrollarm von Olfaktometern (männlich: 5,129 ± 0,65 min (Mittelwert ± Standardabweichung), t = 2,383, df = 19, p = 0,02; weiblich: 5,885 ± 0,73 min, t = 2,249, df = 19, P = 0,03; Abb. 1e) als im Behandlungsarm mit Kopfextrakt (männlich: 2,916 ± 0,45 min; weiblich: 3,459 ± 0,54 min; Abb. 1e).Eine ähnliche, aber stärkere Abstoßung wurde als Reaktion auf flüchtige Headspace-Stoffe von O. smaragdina beobachtet.Männliche und weibliche Fliegen verbrachten signifikant mehr Zeit im Kontrollarm (Männchen: 7,620 ± 0,34 min; t = 9,839; df = 19; P < 0,001; Weibchen: 6,713 ± 0,73 min, t = 9,370, df = 19, P < 0,001 ; Abb. 1f) als im Behandlungsarm mit flüchtigen Headspace-Gaben (männlich: 1,498 ± 0,36 min; weiblich: 0,3755 ± 0,14 min; Abb. 1f).Verhaltensreaktion von männlichen und weiblichen B. tryoni auf Körperextrakte und flüchtige Stoffe von O. smaragdina.(A) Cuticula-Verbindungen;CH, (B) Dufour-Drüse;DG, (C) Giftdrüse;PG, (D) Spurenextrakt;TR (E) Kopfextrakt;flüchtige HD- und (F) Headspace-Stoffe;HS wurden getestet.Nur Kopfextrakt und flüchtige Kopfraumsubstanzen wiesen Fliegen signifikant ab.Männliche und weibliche Fliegen verbrachten signifikant mehr Zeit im Kontrollarm (Hefehydrolysat; YH) als im Behandlungsarm (Hefehydrolysat + Kopfextrakt oder Hefehydrolysat + Headspace-Voltilen).Fehlerbalken stellen sem dar Signifikanter Unterschied wurde durch gepaarten t-Test analysiert (siehe Ergebnisse).Die flüchtigen Stoffe im Kopfraum wurden weiter durch Gaschromatographie-Elektroantennographie-Detektion (GC-EAD) untersucht, um Verbindungen zu identifizieren, die für die Abwehr von B. tryoni verantwortlich sein könnten.Sowohl männliche als auch weibliche Fliegen reagierten sehr konsistent auf eine einzelne Verbindung in den flüchtigen Stoffen des Kopfraums, und aus der gaschromatographischen Massenspektrometrie (GC-MS)-Analyse wurde festgestellt, dass die elektrophysiologisch aktive Verbindung 1-Octanol war (Abb. 2).Obwohl wir beobachteten, dass eine einzelne Verbindung elektrophysiologisch auf Antennen wirkt, von denen angenommen wird, dass sie Geruchsreaktionen mit großer Reichweite vermitteln, hat B. tryoni Geruchsrezeptoren an anderen Körperteilen (z. B. Oberkieferpalpen)25, und daher blieb die Möglichkeit bestehen, dass andere Verbindungen dies tun könnten von anderen Organen als denen an Antennen erkannt werden und für die Abwehr verantwortlich sein.Um die funktionale Wirkung von 1-Octanol als Repellent zu bestätigen, haben wir zwei synthetische Mischungen von flüchtigen Headspace-Stoffen hergestellt, eine, die alle Komponenten einschließlich 1-Octanol (BL+OL) enthielt, und eine, die alle Komponenten außer 1-Octanol (BL-OL) enthielt ).In Olfaktometer-Assays wurden männliche und weibliche Fliegen durch die Mischung BL-OL nicht abgestoßen und verbrachten ähnlich viel Zeit im Kontrollarm (Männchen: 4,848 ± 0,53 min; t = 0,4238; df = 19; P = 0,67; Weibchen: 4,459 ± 0,28 min, t = 1,106, df = 19, P = 0,28; Abb. 3a) und dem Behandlungsarm (männlich: 4,481 ± 0,55 min; weiblich: 3,922 ± 0,35 min).Wenn jedoch die Mischung BL+OL präsentiert wurde, verbrachten sowohl männliche als auch weibliche Fliegen signifikant mehr Zeit im Kontrollarm (Männchen: 5,562 ± 0,64 min; t = 4,406; df = 19; P < 0,001; Weibchen: 5,136 ± 0,61 min , t = 7,635, df = 19, P < 0,001, Abb. 3b) als im Behandlungsarm (männlich: 1,669 ± 0,47 min; weiblich: 0,366 ± 0,12 min).Als nächstes wurde 1-Octanol allein auf seine Abschreckung von B. tryoni untersucht, um zu testen, ob Fliegen auf 1-Octanol außerhalb des Zusammenhangs mit flüchtigen Ameisen reagieren.Männliche und weibliche Fliegen verbrachten signifikant mehr Zeit im Kontrollarm (Männchen: 7,738 ± 0,59 min; t = 12,110, df = 19, P < 0,001; Weibchen: 6,354 ± 0,55 min; t = 8,299, df = 19, P < 0,001 ; Abb. 3c) als im Behandlungsarm mit 1-Octanol (männlich: 0,7765 ± 0,18 min; weiblich: 1,424 ± 0,17 min).Repräsentative GC-EAD-Aufzeichnung der männlichen und weiblichen Reaktion von B. tryoni auf flüchtige Headspace-Stoffe von O. smaragdina.Sowohl bei männlichen als auch bei weiblichen Fliegen war der als „1-Octanol“ gekennzeichnete FID-Peak die einzige Verbindung, die eine konsistente Reaktion hervorrief.Verhaltensreaktion von männlichen und weiblichen B. tryoni auf synthetische Mischungen mit (BL+OL) oder ohne (BL-OL) 1-Octanol und 1-Octanol allein (OL).In Verhaltensassays unter Verwendung einer synthetischen Mischung aus Headspace-Voltililen ohne 1-Octanol verbrachten männliche und weibliche Fliegen ähnliche Zeit im Kontrollarm (YH; Hefehydrolysat) und im Behandlungsarm (YH + BL−OL).In Verhaltensassays mit einer synthetischen Mischung aus flüchtigen Stoffen im Headspace mit 1-Octanol oder 1-Octanol allein verbrachten männliche und weibliche Fliegen jedoch signifikant (P < 0,001) mehr Zeit in den Kontrollarmen (YH) als in den Behandlungsarmen (YH + BL + OL). .Fehlerbalken stellen sem dar Signifikanter Unterschied wurde durch gepaarten t-Test analysiert (siehe Ergebnisse).In Eiablagetests legten trächtige Weibchen signifikant mehr Eier in Kontroll-Agaroseplatten (113,2 ± 14,05 Eier; Mittelwert ± Standardabweichung) und BL-OL-Platten (die alle Headspace-Komponenten außer 1-Octanol enthielten) (71,7 ± 6,33 Eier) als in BL+OL Platten (mit allen Headspace-Komponenten einschließlich 1-Octanol) (2,5 ± 0,73 Eier) oder OL-Platten (mit nur 1-Octanol) (2,2 ± 0,59 Eier) (F3, 36 = 50,2; P < 0,001; Abb. 4).Das Vorhandensein von 1-Octanol hemmte die Eiablage fast vollständig, aber es ist auch wichtig zu beachten, dass die Wirkung durch Kontakt oder Geruch über kurze Entfernungen erfolgte, da eine solche Hemmung nicht auf andere Platten im selben Käfig übertragen wurde.Zusammengenommen zeigen unsere Ergebnisse, dass 1-Octanol für kairomonale Wirkungen der Abwehr und Eiablageabschreckung bei B. tryoni verantwortlich ist, die olfaktorischen Hinweisen von O. smaragdina-Weberameisen ausgesetzt sind.1-Octanol hemmte die Eiablage von trächtigen B. tryoni-Weibchen.Trächtigen Weibchen wurden Agaroseplatten präsentiert, die das Ovipositionsstimulans (OS) allein enthielten (Kontrolle), Agaroseplatten, die OS + eine synthetische Mischung aus flüchtigen Stoffen im Headspace enthielten, ausgenommen 1-Octanol (BL-OL), Agaroseplatten, die OS + eine synthetische Mischung aus flüchtigen Stoffen im Headspace, einschließlich 1, enthielten -Octanol (BL+OL) und Agaroseplatten, die OS + 1-Octanol (OL) enthalten.In Kontrolle und BL−OL wurden signifikant mehr Eier gelegt als in BL+OL und OL.Fehlerbalken stellen sem dar Signifikanter Unterschied wird durch verschiedene Buchstaben bezeichnet (ANOVA gefolgt von Tukey-Test; P < 0,001; n = 10; siehe Ergebnisse).Kairomone, die von Raubtieren freigesetzt werden, können das Verhalten und die Lebensgeschichte von Beutetieren erheblich beeinflussen26,27,28,29.Trotz zahlreicher Studien, die kairomonale Wirkungen von olfaktorischen Signalen zeigen, die von Raubtieren freigesetzt werden21,28,30, gibt es überraschend wenige Studien, die eine chemische Charakterisierung solcher Kairomone liefern31,32,33.Obwohl bekannt ist, dass Geruchsreize, die von Weberameisen (O. smaragdina in Asien und Australien und O. longinoda in Afrika) produziert werden, eine starke Abwehrwirkung auf Fruchtfliegen haben3,4,5,6,7,8,11,12, die Die vorliegende Studie ist die erste, die Wirkungen von Kairomonal-Komponenten chemisch identifiziert und demonstriert.Wirkstoffe im Headspace scheinen aus dem Kopf von O. smaragdina zu stammen.Es wurde festgestellt, dass 1-Octanol die einzige von 16 Verbindungen im Headspace ist, die elektrophysiologische Reaktionen in B. tryoni-Antennen hervorruft, und die kairomonale Funktion von 1-Octanol als Repellent und Eiablageabschreckungsmittel wurde anhand von Bioassays nachgewiesen, die Headspace-Mischungen mit und präsentierten ohne 1-Oktanol.Die GC-MS-Analyse der Körperextrakte und flüchtigen Emissionen ergab 1-Octanol im Kopfextrakt und in den flüchtigen Stoffen im Kopfraum.1-Octanol wurde zuvor aus Kopfextrakten und Unterkieferdrüsen von O. smaragdina20,34,35 und auch im Headspace20 berichtet.Frühere Studien haben gezeigt, dass 1-Octanol im Honigbienen-Alarmpheromon die parasitäre Milbe Varroa jacobsoni abstößt36.Octanol (unspezifizierte Konfiguration) wurde als untergeordnete Komponente in den endokrinen Sekreten von Küchenschaben beschrieben, obwohl keine Funktion identifiziert wurde37.1-Octanol in ätherischen Ölen von Pflanzen wurde als beißendes Abwehrmittel bei der Mücke Aedes aegypti38 und als Abwehrmittel gegen die Eiablage beim asiatischen Maiszünsler Ostrinia furnacalis39 beschrieben.Eine kürzlich durchgeführte Studie hat gezeigt, dass 1-Octanol ein Hauptbestandteil der Alarmpheromone in einem Säugetier ist, der Rötelmaus Myodes glareolus40.Die Funktion von 1-Octanol in O. smaragdina ist jedoch derzeit unbekannt.Angesichts der Alarmpheromonfunktion von 1-Octanol bei Honigbienen, ebenfalls ein sozialer Hautflügler, rechtfertigt eine ähnliche Funktion eine Untersuchung bei O. smaragdina.Gravid B. tryoni verlassen sich bei der Erkennung und Auswahl von Früchten für die Eiablage auf Fruchtflüchtige41,42,43.Wir verwendeten γ-Octalacton, ein starkes Stimulans für die Eiablage von B. tryoni44 und ein Kurzstrecken-Lockstoff bei einigen tephritiden Fruchtfliegen45, um eine hohe Grundlinie der Eiablage zu etablieren, um die wesentlichen hemmenden Wirkungen von 1-Octanol zu demonstrieren.In Eiablagetests überstieg 1-Octanol in Gegenwart oder Abwesenheit anderer Headspace-Komponenten von O. smaragdina die Eiablage-stimulierende Wirkung von γ-Octalacton, was zu sehr geringen Eiablageraten führte.Die Identifizierung und Charakterisierung von von Räubern freigesetzten Kairomonen ebnet den Weg für detailliertere Studien darüber, wie Beuteverhalten und Nahrungsnetzstruktur durch solche öffentlichen Informationen beeinflusst werden können.Die Identifizierung der von Räubern freigesetzten Kairomone, die die Eiablage durch B. tryoni und andere Fruchtfliegen beeinflussen, bildet auch die Grundlage für die Entwicklung neuer, nachhaltiger Werkzeuge zur Schädlingsbekämpfung.Auf Kairomone basierende Repellentien und Eiablageverhinderungsmittel, wie 1-Octanol, könnten möglicherweise genutzt werden, um Nutzpflanzen zu schützen und die Abhängigkeit von umweltschädlichen Insektiziden zu verringern.Zusätzlich zu den Auswirkungen auf trächtige weibliche B. tryoni wurde festgestellt, dass 1-Octanol männliche Fliegen abstößt und möglicherweise zu einer verringerten Paarung in Schädlingspopulationen beitragen könnte.Bactrocera tryoni wurden aus einer Kolonie gewonnen, die aus befallenen Früchten stammte, die an der zentralen Küste von New South Wales gesammelt wurden, und die in einem Labor mit kontrollierter Umgebung (25 ± 0,5 °C, 65 ± 5 % relative Luftfeuchtigkeit, Photoperiode von 11,5:0,5:11,5:0,5) gehalten wurde Licht: Dämmerung: Dunkelheit: Dämmerung) an der Macquarie University seit 32 Generationen.Ausgewachsene Fliegen wurden nach dem Schlüpfen mit Hefehydrolysat, Zucker und Wasser ad libitum gefüttert und im Alter von 10 bis 15 Tagen, wenn sie geschlechtsreif waren, in Experimenten verwendet46.Wichtige Arbeiterinnen von O. smaragdina wurden aus fünf verschiedenen Kolonien in der Nähe der Mareeba Research Facility, Department of Agriculture and Fisheries, Queensland, Australien (17.00724°S, 145.42984°E) gesammelt.Authentische Standards von 1-Hexanol, Decan, p-Cymen, D-Limonen, γ-Terpinen, 1-Octanol, Dihydromyrcenol, Undecan, Nonanal, Dodecan, Tridecan, 1-Tetradecen, Tetradecan, Pentadecan, Hexadecan, Heptadecan (alle bekannten Komponenten der von O. smaragdina produzierten Emissionen)20 und Hexan wurden von Sigma-Aldrich bezogen.Alle Chemikalien waren analysenrein (≥ 98 % Reinheit) und wurden ohne weitere Reinigung verwendet.Kutikuläre Verbindungen, Kopfextrakte, Drüsenextrakte (Dufour- und Giftdrüsen), flüchtige Gase aus dem Kopfraum und Spurenextrakte von O. smaragdina wurden wie von Kempraj et al.20 beschrieben gesammelt.Für kutikuläre Verbindungen wurden einzelne Ameisen (n = 100) für 10 s in 10 ml Hexan getaucht.Für Kopfextrakte wurden Ameisenköpfe (n = 10) mit einer Sezierschere entfernt und sofort für 24 h in 1,5 ml Hexan in einem Glasfläschchen platziert.Die Extraktionszeit für Cuticula-Verbindungen und Kopfextrakt war entscheidend, um eine Differenzierung der extrahierten Verbindungen zu erreichen.Die verlängerte Extraktionszeit für Kopfextrakte ermöglichte die Extraktion von im Kopf vorhandenen Drüsenverbindungen (Mandibulardrüsen, Intramandibulardrüsen, Propharynx- und Postpharynxdrüsen), während die kurze Extraktionszeit für Cuticula-Verbindungen ausreichte, um Verbindungen auf der Cuticula ohne signifikante Extraktionen aus den Drüsen zu extrahieren .Für Drüsenextrakte wurden Dufour- und Giftdrüsen aus dem Abdomen präpariert und Gewebereste vorsichtig mit einer feinen Pinzette entfernt.Saubere Drüsen (n = 10) wurden sofort in 1,5 ml Hexan in einem Glasfläschchen gegeben.Die Drüsen wurden durch Stehenlassen des Fläschchens bei Raumtemperatur für 24 h extrahiert.In der die Ameisen umgebenden Luft vorhandene flüchtige Gase im Kopfraum wurden unter Verwendung eines Luftmitnahmesystems gesammelt.Zehn Ameisen wurden in eine zylindrische Glaskammer (120 ml Fassungsvermögen) mit einem Einlass und Auslass gesetzt und vor dem Sammeln flüchtiger Stoffe 30 Minuten akklimatisieren gelassen.Ein Aktivkohlefilter wurde mit dem Einlass (4 mm ID) der Glaskammer unter Verwendung eines Tygon-Rohrs (E-3603) verbunden.Der Auslass der Glaskammer wurde mit einem Tenax-Röhrchen (50 mg, Scientific Instrument Services Inc, Tenax-GR Mesh 60/80, verpackt in 6 × 50 mm Glasröhrchen) verbunden, das an einer Schraubkappe mit O-Ring angebracht war.Neun Kammern mit Ameisen und eine leere Kontrollkammer wurden für jeden Durchlauf eingerichtet.Flüchtige Gase aus dem Kopfraum wurden auf Tenax bei einer Flussrate von 0,5 l/min für 30 min adsorbiert, indem Luft aus dem Auslass unter Verwendung einer Pumpe (KNF Pumps, Modell Nr. NMP850.1.2KNDCB, Schweiz) abgezogen wurde.Für Spurenextrakte fanden wir einen Metallzaun, der als regelmäßiger Weg diente, um Nahrung und andere Materialien zum Nest von O. smaragdina zu transportieren.Vor dem Sammeln wurde der Abschnitt des Metallzauns (ca. 3 m), den die Ameisen zum Pendeln verwendeten, mit Aceton (100 ml) gespült, um bereits vorhandene Spurenchemikalien zu entfernen.Die Ameisen durften 24 h lang auf dem gespülten Abschnitt des Siebs eine Spur ziehen.Zwischen 14 und 16 Uhr australischer Standardzeit (wenn Weberameisen sehr aktiv sind) wurde der Metalldraht Abschnitt für Abschnitt mit insgesamt 100 ml Hexan in ein 500-ml-Becherglas gespült.Die Nachwäsche wurde unter einem sanften Strom sauberer Luft auf etwa 10 ml konzentriert.Alle Sammlungen bestanden aus mindestens zehn Wiederholungen und wurden bis zur weiteren Verarbeitung bei 4 °C gelagert.Proben von Körperextrakten und Drüsenextrakten wurden mit einem Trocknungsmittel (Natriumsulfat) und durch Schwerkraftfiltration mit einer mit Glaswolle verstopften Pasteurpipette behandelt, um Wasser und Ablagerungen zu entfernen.Proben, die frei von Wasser und Ablagerungen waren, wurden unter einem sanften Strom von Stickstoffgas konzentriert.Kutikuläre Verbindungsproben wurden auf 1 ml konzentriert, während Dufour-Drüsen-, Giftdrüsen- und Kopfproben auf 0,5 ml konzentriert wurden.Spurenproben wurden filtriert, um Feststoffe zu entfernen, und unter einem leichten Strom von Stickstoffgas auf 1 ml konzentriert.Flüchtige Headspace-Proben erforderten keine weitere Verarbeitung.Alle verarbeiteten Proben wurden bis zur Analyse bei −20 °C gelagert.Die GC-MS-Analyse aller Proben wurde auf einem Shimadzu GC-MS TQ8030-Spektrometer durchgeführt, das mit einem Split/Splitless-Injektor und einer SH RTX-5MS-Kapillarsäule aus Quarzglas (30 m × 0,25 mm, 0,25 µm Film) ausgestattet war.Trägergas war Helium (99,999 %) bei einer Flussrate von 1 ml/min.Ein Aliquot von 1 &mgr;l wurde im Splitlos-Modus injiziert, wobei die Injektortemperatur auf 270 °C eingestellt war.Das Temperaturprogramm war wie folgt: 50 °C für 1 min, Erhöhung auf 280 °C mit 10 °C min−1 und Erhöhung auf 300 °C mit 5 °C min−1.Die Temperaturen der Ionenquelle und der Übertragungsleitung betrugen 200 °C bzw. 290 °C.Das Ionisierungsverfahren war ein Elektronenstoß bei einer Spannung von 70 eV.Spektren wurden über einen Massenbereich von m/z 45–650 erhalten.Zur Identifizierung von Verbindungen wurden Massenfragmentierungsmuster mit der NIST-Bibliothek (NIST17-1, NIST17-2, NIST17s) und Kovats-Retentionsindizes mit Literaturwerten verglichen.Die Identitäten der Verbindungen wurden bestätigt, indem der Retentionsindex und die Fragmentierungsmuster jeder Verbindung mit authentischen Standards verglichen wurden.Aufnahmen mit gekoppelter Gaschromatographie und elektroantennographischer Detektion (GC-EAD) wurden unter Verwendung von Ag-Glas-Mikroelektroden gemacht, die mit elektrisch leitendem Gel gefüllt waren (Spectra 360, Parker Laboratories Inc., USA) (n = 6).Ein Männchen oder ein trächtiges Weibchen von B. tryoni wurde durch Kühlen betäubt, und der Kopf wurde unter Verwendung eines Mikroskalpells vom Körper getrennt.Die Basis des Kopfes wurde dann an der Spitze der mit Gel gefüllten indifferenten Elektrode befestigt.Die Spitze einer Antenne wurde in Kontakt mit der Aufzeichnungselektrode gebracht und leicht in das Gel eingeführt, um die Antenne zu stabilisieren.Die Signale wurden durch einen hochohmigen Verstärker (UN-06, Syntech, Hilversum, Niederlande) geleitet.Headspace-Proben wurden durch Injektion von 1 &mgr;l Probe in die GC-Säule getestet.Der Ausfluss aus der GC-Säule wurde gleichzeitig mit einem Teilungsverhältnis von 1,5:1 zur Antennenpräparation und zum GC-Detektor geleitet.Die Trennung von Verbindungen wurde auf einem Agilent GC 7890B erreicht, der mit einem Split/Splitless-Injektor und einem Flammenionisationsdetektor (FID) ausgestattet war, unter Verwendung einer HP-5-Säule (30 m, 0,32 mm ID, 0,25 μm Film, Agilent, CA, US) .Das Trägergas war Wasserstoff (99,999 %) (BOC, North Ryde, NSW, Australien) bei einer Flussrate von 3,0 ml/min.Die Injektortemperatur betrug 270°C.Die Ofentemperatur wurde 2 min bei 45 °C gehalten und dann mit 10 °C min−1 auf 250 °C erhöht.Die Ausgänge des EAG-Verstärkers und des FID wurden gleichzeitig von der GcEad-Software Ver.1.2.5 (Syntech, Kirchzarten, Deutschland).Aus der GC-Säule eluierende Peaks wurden als aktiv beurteilt, wenn sie in sechs oder mehr der zehn gekoppelten Läufe EAD-Aktivität hervorriefen.Die Identität der FID-Peaks wurde durch GC-MS (Shimadzu TQ8030) unter denselben GC-Bedingungen mit demselben Säulentyp (5 % Diphenyl und 95 % Dimethylpolysiloxan) bestätigt.GC-MS-Ergebnisse von Weberameisen-Headspace-Proben leiteten die Herstellung von zwei synthetischen Mischungen.Die 16 identifizierten Headspace-Verbindungen20 wurden verwendet, um zwei synthetische Mischungen herzustellen, die der relativen Häufigkeit von Verbindungen in der natürlichen Mischung entsprachen.Eine synthetische Mischung enthielt alle Headspace-Komponenten einschließlich 1-Octanol (BL+OL) (BL = Blend; OL = 1-Octanol), während die andere synthetische Mischung alle Headspace-Komponenten außer 1-Octanol (BL-OL) enthielt.Stammlösungen der Headspace-Verbindungen mit einem Konzentrationsbereich von 5,0–10,0 mg/ml in Hexan wurden in 10-ml-Meßkolben hergestellt.Die Stammlösungen wurden durch GC laufen gelassen, um Reaktionsfaktoren für die gegebene Konzentration zu erhalten.Der Response-Faktor von Undecan wurde als Referenz verwendet, um die Volumina jeder der synthetischen Mischung zugesetzten Verbindungen anzupassen.Die berechneten Volumina der Verbindungen wurden in einen 10-ml-Meßkolben gegeben.Der Kolben wurde bis zur Markierung mit Hexan gefüllt und mehrere Male umgedreht, um die Mischung gut zu mischen.Die synthetische Mischung wurde durch GC laufen gelassen, um zu bestätigen, ob die relativen gaschromatographischen (GC) Intensitäten der Verbindungen mit denen im natürlichen flüchtigen Headspace-Extrakt übereinstimmten.Das Herstellen einer synthetischen Mischung und das Vergleichen der GC-Intensitäten wurden mehrere Male wiederholt, bis die relativen GC-Intensitäten mit denen im natürlichen flüchtigen Headspace-Extrakt übereinstimmten.Die Konzentration von Undecan, der Referenzverbindung, war jedes Mal willkürlich, aber in einem Bereich von 10,0 bis 15,0 &mgr;g/ml.Die in diesem Prozess verwendeten GC-Bedingungen waren die gleichen wie bei der obigen GC-MS-Analyse, außer dass 1 μl der Probe im Split-Modus (Verhältnis 1:60) injiziert wurde.Ein Acryl-Vierarm-Olfaktometer (120 mm Durchmesser; siehe Abb. S1) wurde verwendet, um Verhaltensreaktionen von männlichen und weiblichen B. tryoni auf Extrakte aus Kutikula, Dufour-Drüse, Giftdrüse, Spur und Kopf und flüchtige Emissionen von Weberameisen als zu bewerten sowie synthetische Mischungen (BL+OL, BL−OL) oder 1-Octanol (OL) allein.Vor jedem Experiment wurden Olfaktometer mit einer nichtionischen Detergenslösung gewaschen, mit Ethanol und destilliertem Wasser gespült und an der Luft trocknen gelassen.Die Experimente wurden in einem Raum mit kontrollierter Umgebung (25 ± 2 °C, 60 % relative Luftfeuchtigkeit) durchgeführt.Um den laufenden Insekten Traktion zu bieten, wurde Filterpapier (Whatmann Nr. 1, 12 cm Durchmesser) auf den Boden des zentralen Bereichs gelegt.Der Raum wurde von oben durch eine gleichmäßige Beleuchtung aus weißen LED-Leuchten beleuchtet.Einzelne Fliegen (10–15 Tage alt, ohne Zugang zu Nahrung in den vorangegangenen 24 h, aber mit Zugang zu Wasser) wurden durch ein Loch im Boden in das Olfaktometer eingeführt.Jeder Fliege wurden 5 Minuten Zeit gegeben, um sich im Olfaktometer zu akklimatisieren, wonach das Experiment 10 Minuten lang durchgeführt wurde.Das Olfaktometer wurde nach jeder Wiederholung um 90° gedreht, um jegliche Richtungsabweichung zu eliminieren.Durch das zentrale Loch wurde Luft mit 200 ml min−1 angesaugt und anschließend in den Raum abgeführt.Der zentrale Bereich des Olfaktometers wurde in vier diskrete Geruchsfelder unterteilt, die jedem der vier Einlassarme entsprachen.Es wurde ein Auswahltest durchgeführt, bei dem zwei gegenüberliegende Arme verwendet wurden und die anderen beiden Arme geschlossen waren und im Test nicht verwendet wurden.Ein Arm diente der Behandlung und der andere Arm der Kontrolle.Testproben (Extrakte, flüchtige Emissionen, BL+OL, BL−OL oder OL-1,17 % v/v (10 μl; die verwendete Konzentration von 1-Octanol war ähnlich der Konzentration von 1-Octanol, die in der natürlichen Headspace-Probe vorhanden war) 20 und Hefehydrolysatlösung (YH; 6% w/v, 10 μl, ein Fressstimulans) wurden einzeln getestet.Die Testprobe wurde auf Filterpapierstreifen pipettiert, die in den Behandlungszylindergelegt wurden, durch den Luft zu einem Arm von gesaugt wurde des Olfaktometers, während der Zylinder, durch den Luft zum Steuerarm des Olfaktometers gesaugt wurde, nur YH (10 μl) enthielt. Die Fliegenaktivität wurde per Video aufgezeichnet. Die in jedem Arm verbrachte Zeit wurde unter Verwendung der BORIS-Software, Version 7.9.647, Twenty, analysiert Wiederholungen wurden für jeden Probentyp durchgeführt.Um festzustellen, ob 1-Octanol der Schlüssel zur Abschreckung der Eiablage durch trächtige weibliche Fliegen ist, wurden die Eiablagereaktionen trächtiger weiblicher Fliegen unter Verwendung von Agaroseplatten bewertet, die ein Eiablagestimulans (OS; γ-Octalacton)44 enthielten.Die Anzahl der Eier, die auf Agaroseplatten abgelegt wurden, die synthetische Mischungen aus flüchtigen Stoffen im Headspace der Weberameise (BL+OL, BL−OL; 10 µl) oder 1-Octanol (OL; 1,17 % v/v in Hexan; 10 µl) enthielten, wurde mit der Anzahl verglichen Eier, die auf Agaroseplatten abgelegt wurden, die nur OS enthielten (Kontrolle).Agarose (0,8 g in 100 ml Wasser) wurde in einem Mikrowellenofen geschmolzen und dann auf etwa 60 °C gekühlt.OS (0,05 % v/v in Hexan; 10 µl) allein oder in Kombination mit BL+OL, BL-OL oder OL (10 µl) wurde hinzugefügt.Diese Mischung wurde in vorgekühlte Petrischalen gegossen, abgedeckt und für 10 min bei 4°C gelagert.Agaroseplatten, die nur OS (Kontrolle) und OS kombiniert mit BL+OL, BL−OL und OL enthielten, wurden trächtigen Weibchen gleichzeitig als Multiple-Choice-Test (50 trächtige Weibchen; 13–15 Tage alt, gemischtes Geschlecht) zur Verfügung gestellt Käfige) in Gitterkäfigen (45 × 45 × 45 cm, BugDorm-4S4545).Die Platten wurden an vier Ecken des Maschenkäfigs platziert und waren um ~40 cm voneinander getrennt.Nach 24 h wurden die in jede Platte gelegten Eier unter einem Präpariermikroskop (Olympus SZX12, Japan) gezählt.Es wurden zehn Wiederholungen des Assays durchgeführt.Daten aus Olfaktometer-Assays wurden gepaarten t-Tests unterzogen, um zu beurteilen, ob sich die von Fliegen in den Olfaktometer-Armen verbrachte Zeit signifikant zwischen Kontrolle und Behandlung unterschied.Daten aus Eiablagetests wurden einer Einweg-ANOVA unterzogen, gefolgt von Tukeys multiplem Vergleichstest, um die Behandlungen zu vergleichen.Die statistische Analyse wurde unter Verwendung von GraphPad Prism, Version 9.0 (GraphPad Software LLC, USA) durchgeführt.Die während dieser aktuellen Studie generierten und analysierten Datensätze sind bei ResearchGate (https://doi.org/10.13140/RG.2.2.20780.74882) verfügbar.Leston, D. & Leston, D. Die Ameisenmosaik-Tropenbaumkulturen und die Begrenzung von Schädlingen und Krankheiten.Pfannen Pest Artic.Nachrichten Summ.19, 311–341 (1973).Huang, HT & Yang, P. Eine tropische Ameise wird zur Bekämpfung von Schadinsekten in Südchina eingesetzt.Bioscience 37, 665–671 (1987).Peng, RK & Christian, K. Die Weberameise, Oecophylla smaragdina (Hymenoptera: Formicidae), ein wirksames biologisches Bekämpfungsmittel der Rotband-Thripse, Selenothrips rubrocinctus (Thysanoptera: Thripidae) in Mangokulturen im Northern Territory von Australien.Int.J. Pest Manag.50, 107–114 (2004).Peng, RK & Christian, K. Die Kontrollwirksamkeit der Weberameise, Oecophylla smaragdina (Hymenoptera: Formicidae), auf die Mangozikade, Idioscopus nitidulus (Hemiptera: Cicadellidea) in Mangoplantagen im nördlichen Territorium).Int.J. Pest Manag.51, 297–304 (2005).Peng, RK & Christian, K. Effektive Kontrolle der Jarvis-Fruchtfliege Bactrocera jarvisi (Diptera: Tephritidae) durch die Weberameise Oecophylla smaragdina (Hymenoptera: Formicidae) in Mangoplantagen im Northern Territory von Australien.Int.J. Pest Manag.52, 275–282 (2006).Peng, RK & Christian, K. Die Wirkung der Weberameise, Oecophylla smaragdina (Hymenoptera: Formicidae), auf den Mangosamenrüssler, Sternochetus mangiferae (Coleoptera: Curculionidae), in Mangoplantagen im Northern Territory von Australien.Int.J. Pest Manag.53, 15–24 (2007).Blüthgen, N. & Stork, NE Ameisenmosaiken in einem tropischen Regenwald in Australien und anderswo: Eine kritische Überprüfung.Aust.Ecol.32, 93–104 (2007).Davidson, DW, Lessard, JP, Bernau, CR & Cook, SC Das tropische Ameisenmosaik in einem primären Regenwald auf Borneo.Biotropica 39, 468–475 (2007).Peng, RK, Christian, K. & Gibb, K. Die Auswirkung der Kolonieisolation der räuberischen Ameise Oecophylla smaragdina (f.) (Hymenoptera: Formicidae) auf den Schutz von Cashew-Plantagen vor Insektenschädlingen.Int.J. Pest Manag.45, 189–194 (1999).Peng, RK, Christian, K. & Gibb, K. Ökologie der Fruchtfleckwanze, Amblypelta lutescens lutescens Distant (Hemiptera: Coreidae) in Cashewplantagen, mit besonderem Bezug auf das Potenzial für ihre biologische Kontrolle.Aust.J. Entomol.44, 45–51 (2005).Van Mele, P. & Cuc, NTT Evolution und Status von Oecophylla smaragdina (Fabricius) als Schädlingsbekämpfungsmittel in Zitrusfrüchten im Mekong-Delta, Vietnam.Int.J. Pest Manag.46, 295–301 (2000).Van Mele, P., Cuc, NTT & VanHuis, A. Direkter und indirekter Einfluss der Weberameise Oecophylla smaragdina auf die Schädlingswahrnehmung und Managementpraktiken von Zitrusbauern im Mekong-Delta, Vietnam.Int.J. Pest Manag.48, 225–232 (2002).Kumaresan, V. Prävention von Nashornkäfern (Oryctes rhinoceros) in Kokospalmen mit roten Ameisen.J. Bombay Nat.Hist.Soc.93, 308–309 (1996).Way, MJ & Khoo, KC Beziehungen zwischen Schäden durch Helopeltis theobromae und Ameisen mit besonderem Bezug auf malaysische Kakao-Kleinbetriebe.J. PlantProt.Tropf.6, 1–11 (1989).Way, MJ & Khoo, KC Kolonieverteilung und Nistgewohnheiten der Ameisen, Dolichoderus thoracicus und Oecophylla smaragdina (Hymenoptera: Formicidae), in Bezug auf ihren Erfolg als biologische Kontrollmittel auf Kakao.Stier.Entomol.Auflösung81, 341–350 (1991).Van Mele, P. Biologische Kontrolle mit der Weberameise, Oecophylla longinoda, in Afrika: Ein Überblick über Forschungs- und Entwicklungsbemühungen, um Landwirte mit Bio-Märkten zu verbinden.Outlooks Pest Manag.19, 180–183 (2008).Wissenschaft.CAS PubMed Central Artikel Google ScholarCAS PubMed-Artikel Google Scholarbiol.Lette.PubMed PubMed Central-Artikel Google ScholarCAS PubMed-Artikel Google ScholarEntwicklungADS-CAS-Artikel Google Scholarbiol.Chem.CAS PubMed-Artikel Google ScholarCAS PubMed Central Artikel Google ScholarVorderseite.Ann.Soc.Bin.Erw.CAS PubMed-Artikel Google ScholarErw.EntwicklungLeider ist für diesen Artikel derzeit kein teilbarer Link verfügbar.